удобно купить

218

09.06.2020

Пестивирусы – важные патогены для свиней

Журнал «Ветеринария», №6-2020 г.

article-pdf

Борис Григорьевич Орлянкин, д.в.н., профессор, заведующий лабораторией

Виталий Александрович Сергеев, д.б.н., профессор, консультант

АНО Научно-исследовательский институт диагностики и профилактики болезней человека и животных . Москва)

Тарас Иванович Алипер, д.б.н., профессор, генеральный директор, aliper@narvac.com

Евгений Анатольевич Непоклонов, д.б.н., профессор,

 

Пестивирусы выделены в род Pestivirus семейства Flaviviridae. Согласно современной классификации в состав данного рода входят одиннадцать вирусов, которые обозначают прописными буквами английского алфавита: Pestivirus A (вирус диареи КРС 1), Pestivirus B (вирус диареи КРС 2), Pestivirus C (вирус классической чумы свиней), Pestivirus D (вирус пограничной болезни),  Pestivirus E (пестивирус вилорогих антилоп), Pestivirus F (пестивирус свиней, вирус Бангованна), Pestivirus G (пестивирус жирафов), Pestivirus H (хоби-подобный пестивирус, атипичный пестивирус жвачных),  Pestivirus I (айдин-подобный пестивирус, пестивирус овец), Pestivirus J (пестивирус крыс), Pestivirus K (атипичный пестивирус свиней). Свиней поражают вирусы классической чумы, диареи КРС 1 и 2, пограничной болезни, Бангованна и атипичный пестивирус [16, 20].

Вирионы пестивирусов представляют собой сферические частицы диаметром 40-60 нм. Они состоят из нуклеокапсида и липопротеиновой оболочки. В состав нуклеокапсида входят РНК и белок С, оболочка состоит из двойного слоя клеточных липидов и 3 вирусных гликопротеинов – Еrns (gp44/48), Е1 (gp33) и Е2 (gp55), которые за счет дисульфидных связей образуют комплексы rns гомодимер, Е1-Е2 гетеродимер и Е2 гомодимер). Белок Еrns обладает рибонуклеазной активностью, а Е2 является основным иммуногеном и индуцирует протективный иммунитет. Моноклональные антитела к этим белкам обладают вируснейтрализующей активностью. Геном пестивирусов представлен единой однонитевой линейной молекулой плюс-РНК длиной 11,3-13,0 тысяч нуклеотидов. В цитоплазме клеток он полностью транслируется с образованием полипротеина-предшественника, который нарезается вирусными и клеточными протеазами на 4 структурных и 8 неструктурных белков [21].

Все изученные пестивирусы антигенно и генетически родственны. На белках оболочки находятся перекрестно-реагирующие эпитопы. В перекрестной реакции нейтрализации титр антител в поликлональной сыворотке в несколько раз выше с гомологичным, чем гетерологичными пестивирусами. Идентичность нуклеотидной последовательности геномной РНК у вируса диареи КРС 1 и вируса КЧС составляет 75%.

По способности вызывать цитопатический эффект в клеточных культурах пестивирусы подразделяют на два биотипа – цитопатогенные и нецитопатогенные. Большинство вирусных изолятов являются нецитопатогенными, и часто в клеточной культуре развивается персистентная инфекция. У цитопатогенных вирусных изолятов обнаруживают делеции или дупликации вирусных генов, а также включение фрагментов клеточных генов в вирусный геном [21].

 

В настоящем обзоре рассмотрены пестивирусы, патогенные для свиней, и вызываемые ими заболевания.

 

Вирус классической чумы свиней

Изоляты вируса КЧС различаются по антигенной структуре и нуклеотидной последовательности геномной РНК. С помощью моноклональных антител к поверхностным гликопротеинам Е2 и Еrns вирусные изоляты разделяют на 21 антигенный тип. На основании первичной структуры определенных участков геномной РНК изоляты вируса КЧС подразделяют на 3 генетические группы (генотипы), каждая из которых содержит 3 или 4 субгенотипа (1.1, 1.2, 1.3, 2.1, 2.2, 2.3, 3.1, 3.2, 3.3, 3.4). Изоляты первого генотипа циркулируют среди свиней в Южной Америке и России; второго – в Европе и некоторых государствах Азии; изоляты третьего – в странах Азии [16]. По способности вызывать заболевание изоляты вируса КЧС подразделяют на высоковирулентные, умеренновирулентные и низковирулентные. Высоковирулентные изоляты вызывают острое течение болезни у свиней, независимо от возраста, с выраженными клиническими признаками и гибелью на 10-25 дни после заражения. Умеренновирулентные изоляты индуцируют у поросят и взрослых животных менее выраженные клинические признаки. Поросята погибают на 30-40 дни после заражения, взрослые животные, как правило, выздоравливают. Низковирулентные изоляты вызывают у свиней атипичное течение болезни с развитием кратковременной гипертермии и последующим выздоровлением. Следует отметить, что вирулентность изолятов вируса КЧС трудно определить, поскольку развитие клинических признаков также зависит от породы, состояния здоровья и иммунного статуса животных [4, 16].

Эпизоотология. К вирусу КЧС чувствительны домашние свиньи и кабаны. В экспериментальных условиях путем длительных серийных пассажей вирус адаптирован к организму кроликов. Животные других видов и человек нечувствительны к вирусу КЧС.

В настоящее время КЧС встречается в ряде стран Восточной Европы, Центральной и Южной Америке и Юго-Восточной Азии. Популяции домашних свиней в Австралии, новой Зеландии, Северной Америки и западной Европы свободны от КЧС.

В естественных условиях вирус КЧС передается ороназальным путем при прямом контакте с инфицированными домашними или дикими свиньями, а также при поедании контаминированного корма. Зараженные свиньи выделяют вирус со всеми секретами и экскретами. Он длительно (до 63 дней) выделяется со спермой, в тестикулах хряков персистирует 120 дней после заражения. Хронически инфицированные свиньи играют ключевую роль в распространении вируса. У зараженных свиноматок трансплацентарное инфицирование плодов может происходить на любой стадии супоросности. В зависимости от вирулентности штамма наблюдают аборты, мертворождение и рождение клинически здоровых виремичных поросят, которые заболевают и погибают через 2-11 месяцев после рождения. Иммунный ответ у таких поросят не развивается и они выделяют вирус в большом количестве [2, 6, 8, 16].

Патогенез. Передача вируса КЧС происходит главным образом ороназально и первичная репликация его осуществляется в миндалинах. Из миндалин вирус попадает в региональные лимфоузлы, а затем с помощью крови в костный мозг, селезенку, висцеральные лимфоузлы и лимфоидные ткани, ассоциированные с тонким кишечником. Распространение вируса в организме свиньи происходит менее чем за 6 дней.

Вирус КЧС реплицируется в моноцитах, макрофагах, эндотелиальных клетках кровеносных сосудов, а также в дендритных клетках, которые обладают высокой подвижностью и распространяют вирус по организму животного [2, 16].

Вирус КЧС обладает иммуносупрессивным действием и это приводит к развитию вторичных бактериальных инфекций – сальмонеллеза и пастереллеза.

Клинические признаки. В зависимости от вирулентности вируса инкубационный период составляет от 3-6 до 13-19 дней. КЧС может протекать в острой, хронической и инаппарантной (бессимптомной) форме. При острой форме болезни отмечают высокую лихорадку, угнетение, анорексию, конъюнктивит, запор с последующей диареей и нарушения координации движения. Смерть наступает через 10-20 дней после заражения. При хроническом течении болезни часто развиваются вторичные инфекции (сальмонеллез, пастереллез) и гибель животных происходит через 1-3 месяца после заражения [8, 16].

Патологоанатомические изменения при КЧС очень вариабельны и зависят от течения болезни и наличия осложнений секундарной инфекцией. Наиболее характерные изменения обнаруживают в лимфоузлах и селезенке. Лимфоузлы набухшие, сочные, красноватого цвета снаружи и мраморного вида на разрезе. Селезенка не увеличена с геморрагическими инфарктами. В желудке и кишечнике отмечают катаральное и реже геморрагическое воспаление слизистой оболочки. Головной и спинной мозг и их оболочки отечны, полнокровны, местами с кровоизлияниями. При чуме, осложненной пастереллезом, основные изменения наблюдают в органах грудной полости (пневмония, плеврит, перикардит), а осложненной сальмонеллезом – в толстом кишечнике (дифтеритические «бутоны» и язвы) [8].

При ороназальном заражении 8-недельных поросят 6 изолятами вируса КЧС, выделенными от домашних и диких свиней в различных странах в 1996-2007 гг., наиболее часто регистрировали характерные изменения в лимфоузлах. Нередко отмечали очаги некроза в тонком кишечнике и гиперемию сосудов головного мозга. Инфаркты селезенки встречались редко [11].

Диагностика. Окончательный диагноз на КЧС ставят по результатам лабораторных исследований, основанных на выделении вируса, обнаружении вирусной РНК и специфических антител. Для исследования используют пробы крови, сыворотки крови, миндалин, селезенки и лимфоузлов. Выделение вируса в культуре клеток «золотой стандарт». Для изоляции вируса используют перевиваемые культуры клеток почек поросят РК-15 или SK-6 [2, 16].

Для обнаружения вирусной РНК используют различные варианты полимеразной цепной реакции (ПЦР). В последнее время предпочтение отдается ПЦР в реальном времени, которая обладает высокой чувствительностью и высокой специфичностью. Имеются коммерческие наборы не только для обнаружения генома вируса КЧС, но и наборы для одновременного выявления геномов вирусов КЧС и АЧС [13, 16, 18]. Что касается прямого метода флуоресцирующих антител, то он считается оптимальным для обнаружения вирусного антигена в замороженных срезах тканей [2].

В НИИ ДПБ разработаны тест-системы для обнаружения вируса КЧС методами ПЦР и ПЦР в реальном времени, которые производятся в ООО «Ветбиохим». Тест-системы позволяют выявлять вирулентные и вакцинный штаммы вируса КЧС. Последний обнаруживают только в течение 14 дней после вакцинации. Дифференциация вакцинного и вирулентных штаммов основана на рестриктазном анализе продуктов ПЦР [2].

Специфические антитела в сыворотке крови свиней обнаруживают в реакции нейтрализации и методом иммуноферментного анализа. Материнские антитела у поросят могут сохраняться до 2-3-месячного возраста [2, 8].

Специфическая профилактика. Для специфической профилактики КЧС используют живые вакцины на основе различных аттенуированных штаммов вируса [6, 7, 8, 10]. В свиноводческих комплексах живые вакцины в обычной дозе (1000 ИМД50) защищают от заболевания и гибели в основном взрослое поголовье свиней, они недостаточно эффективны для молодняка в период доращивания [3, 5]. В связи с этим в нашей стране была разработана вакцина КС, которая отличается от других аналогичных препаратов высоким содержанием вируса в одной прививной дозе (100000 ИМД50). Вакцина КС не реактогенна и безопасна для свиней любого возраста, в том числе супоросных свиноматок и новорожденных поросят. С помощью этой вакцины удалось ликвидировать КЧС в свиноводческих комплексах [7].

Главным недостатком живых вакцин является то, что они не позволяют дифференцировать инфицированных животных от вакцинированных. Данную проблему решают с помощью стратегии DIVA (differentiating infected from vaccinated animals). Она основана на использовании маркированных вакцин и соответствующих тест-систем, предназначенных для выявления антител к вирусным белкам, присутствующим или отсутствующим в вакцине. Наличие антител к вирусным белкам, не входящим в состав вакцины, свидетельствует об инфицировании животных [2, 7, 16].

Разработанные маркированные вакцины (субъединичные, химерные, векторные, ДНК-вакцины, репликоны) основаны на методах генной инженерии. По эффективности только химерные вакцины сопоставимы с живыми вакцинами. Субъединичные вакцины на основе белка Е2 обеспечивают защиту животных от контрольного заражения вирулентным вирусом и позволяют применять стратегию DIVA [7, 10].

В нашей стране разработана рекомбинантная субъединичная вакцина на основе белка Е2, продуцированного в бакуловирусной системе экспрессии генов. Вакцина защищает животных от контрольного заражения вирулентным штаммом Ши-Мынь вируса КЧС в дозе 5 х 105 ЛД50 [1, 2].

 

Вирус Бангованна

В 2003 году на двух фермах в Австралии была зарегистрирована вспышка заболевания при котором наблюдали увеличение числа мертвых просят при опоросе, мумификацию плодов и повышенную смертность поросят в первые 2-4 недели жизни. Возбудитель заболевания, вирус Бангованна, идентифицирован в 2007 году. Генетически он отличается от вируса КЧС и других пестивирусов. Происхождение вируса не известно. В других странах этот вирус не обнаружен [15, 16].

Эпизоотология. Вирус Бангованна обнаружен в семени 20% обследованных хряков, несмотря на наличие у них высокого уровня нейтрализующих антител. У беременных свиноматок вирус может проходить через плаценту и инфицировать плоды. Интраназальное заражение свиноматок приводило к инфицированию плодов у 87% животных (20/23). После интраназального инфицирования поросят 5-6-недельного возраста вирус выделяется во внешнюю среду с орофарингеальными и носовыми секретами в течение 3-10 дней после заражения [16, 17].

Патогенез. Вирус Бангованна передается главным образом ороназально и реплицируется в миндалинах. При интраназальном инфицировании свиноматок на 35 день супоросности наблюдают гибель и мумификацию 40% плодов, а 70% рожденных живыми поросят погибают в первые 3 недели жизни. При заражении свиноматок на 55, 75 и 90 дни супоросности процент мертворожденных поросят составляет 10-15% [17].

Клинические признаки. В естественных условиях при вспышке болезни наблюдают гибель плодов и новорожденных поросят в первые 2-4 недели жизни. Поросята, родившиеся от инфицированных свиноматок, обладают низкой жизнеспособностью, плохо растут и смертность среди них высокая. У свиноматок клинические признаки болезни не зарегистрированы. При заражении поросят в 5-6-недельном возрасте клинические признаки практически отсутствуют. Иногда наблюдают кратковременное повышение температуры тела [16, 17].

Патологоанатомические изменения очень вариабельны. У мертворожденных поросят отмечают подкожный отек в области головы и груди, бледные очаги на миокарде, увеличение жидкости в перикардиальной, торакальной и абдоминальной полостях, сгустки фибрина на органах грудной и брюшной полостей. Среди гистологических изменений у поросят регистрируют негнойный миокардит, фиброз миокарда, энцефалит, гепатит и лимфаденит [17].

Диагностика. Окончательный диагноз ставят на основании выделения вируса и обнаружения вирусной РНК и специфических антител. Для исследования используют пробы сыворотки крови, миндалин, селезенки, лимфоузлов, тканей плодов и мертворожденных поросят. Выделение вируса в культуре клеток используют редко, поскольку ПЦР в реальном времени обладает более высокой чувствительностью. Специфические антитела в сыворотке крови свиней обнаруживают в реакции нейтрализации и методом ИФА. Материнские антитела сохраняются у поросят до двухмесячного возраста [16, 17]. Средства специфической профилактики не разработаны.

 

Вирусы диареи КРС и пограничной болезни

Естественное инфицирование свиней вирусом диареи КРС было впервые зарегистрировано в Австралии в 1964 году, однако выделить вирус от свиней удалось лишь в 1973 году. Заражение супоросных свиноматок вирусом диареи КРС или пограничной болезни может индуцировать патологию, сходную по клинической картине с конгенитальной (врожденной) КЧС. В естественных условиях свиньи заражаются вирусами диареи КРС и пограничной болезни достаточно редко, межвидовая трансмиссия не исключена в странах, где свиньи содержатся в непосредственной близости от жвачных. Морфологически и структурно эти вирусы неотличимы от вируса КЧС. Однако их можно отличить друг от друга с помощью моноклональных антител и молекулярными методами для обнаружения вирусного генома [16].

Эпизоотология. Антитела к вирусу диареи КРС в странах, свободных от КЧС (Австралия, Ирландия, Великобритания, Дания) обнаружены у 1,6-43,5% свиней. Поросята, рожденные от инфицированных вирусом диареи КРС свиноматок на ранних стадиях супоросности, становятся персистентно инфицированными и выделяют вирус во внешнюю среду. Заражение поросят и небеременных свиней не сопровождается выделением вируса. Живые вакцины могут быть контаминированы вирусом диареи КРС, поскольку его часто обнаруживают не только в сыворотке крови КРС, но и в сыворотке крови плодов коров, которые используют для выращивания клеточных культур [16].

Патогенез. Вирусы диареи КРС и пограничной болезни патогенны для плодов свиноматок, но не патогенны для родившихся поросят, у которых отмечают только повышение температуры тела и легкую лейкопению. Степень проявления клинических признаков у плодов и новорожденных поросят зависит от срока супоросности, на который произошло заражение. Наиболее заметные клинические признаки и очаги поражения регистрируют у плодов и поросят, когда свиноматок инфицируют через 25-41 день после осеменения [16].

Клинические признаки развиваются у поросят от свиноматок, инфицированных во время беременности. Среди клинических признаков у поросят отмечают отставание в росте, истощение, отек век, врожденный тремор, конъюнктивит, диарею и полиартрит. Смертность поросят в инфицированных пометах составляет 30-70% [16].

Патологоанатомические изменения отмечают у поросят, родившихся от инфицированных свиноматок. У мертворожденных и умерших поросят обнаруживают кровоизлияния в лимфоузлах, эпикарде и почках, тонзиллит, полисерозит, полиартрит и атрофию тимуса.

Диагностика. Для выделения вирусов диареи КРС и пограничной болезни используют пробы крови, миндалин, селезенки и почек. Размножаются эти вирусы лучше в перевиваемых культурах клеток жвачных. Антитела к вирусам диареи КРС и пограничной болезни могут стать причиной ложноположительных результатов при исследовании на КЧС. Данное обстоятельство может создавать проблемы в ходе кампании по эрадикации КЧС и проведении эпидемиологического мониторинга. Средства специфической профилактики не разработаны.

 

Атипичный пестивирус свиней

Впервые АПС был обнаружен в США в 2015 году в сыворотке крови свиней с помощью метагеномного анализа, основанного на секвенировании всей ДНК и РНК, содержащейся в пробе и обработке данных биоинформационными методами. Попытки размножения вируса в перевиваемых культурах клеток Marc-145, Vero, HCT-8, BT, MDBK, ST, PK-15 и MDCK закончились безрезультатно [14]. Затем этот вирус был идентифицирован методом ПЦР в диагностических пробах в различных странах мира включая Германию, Нидерланды, Великобританию, Австрию, Швецию, Испанию, Венгрию, Китай, Корею, Бразилию и Канаду [12]. АПС имеет генетическое родство с пестивирусами крыс и летучих мышей и сильно отличается от вирусов КЧС и Бангованна [14, 16].

Эпизоотология. АПС широко циркулирует в свиноводческих хозяйствах. При исследовании 1460 проб сывороток крови от здоровых свиней из Великобритании, Германии, Италии, Сербии, Швейцарии и Китая специфические антитела обнаружены примерно у 60% свиней, а геном вируса идентифицирован в 8,9% проб (130/1460). Обнаружено 20 различных генетических вариантов этого вирус [19].

АПС часто обнаруживают в различных тканях и органах новорожденных поросят с конгенитальным (врожденным) тремором, который был впервые описан в 1922 году. Впервые конгенитальный тремор удалось воспроизвести путем введения сыворотки крови поросят, содержащей АПС, 6 свиноматках и их плодам на 45 и 62 день супоросности. В первые 2 дня после опороса у 57-100% поросят в каждом помете развивается конгенитальный тремор различной тяжести. Методом количественной ПЦР вирусная РНК обнаружена у всех заболевших поросят в различных тканях и органах, включая сыворотку крови, головной и спинной мозг, почки, лимфоузлы, тимус, селезенку и сердце [9].

Патогенез. АПС патогенен лишь для плодов. Он проникает через плаценту и размножается в клетках центральной нервной системы и лимфоидной ткани плодов с развитием виремии. У инфицированных свиноматок виремия не обнаружена [9].

Клинические признаки. Основным и единственным клиническим признаком болезни является конгенитальный тремор у новорожденных поросят, проявляющийся дрожанием головы и конечностей. У свиноматок, поросят в периоды доращивания и откорма клинические признаки отсутствуют [12].

Патологоанатомические изменения. Макроскопические изменения отсутствуют. Гистологически обнаруживают гипомиелинизацию спинного мозга и ствола головного мозга.

Диагностика. Окончательный диагноз ставят на основании результатов лабораторных исследований, основанных на обнаружении вирусной РНК методом ПЦР и специфических антител в ИФА. Для исследования используют пробы сывороток крови, головного мозга, миндалин и лимфатических узлов [9].

Специфическая профилактика. В Китае разработана рекомбинантная субъединичная вакцина на основе белка Е2 АПС, синтезированного в бакуловирусной системе экспрессии генов. Вакцина индуцирует гуморальный и клеточный иммунный ответ у вакцинированных мышей [22].

Заключение

Свиней поражают различные пестивирусы – вирусы классической чумы, диареи КРС, пограничной болезни, Бангованна и атипичный пестивирус. Наиболее важной болезнью является КЧС, которая причиняет значительный экономический ущерб. Специфическую профилактику КЧС осуществляют с помощью живых вакцин, которые не позволяют дифференцировать вакцинированных и инфицированных животных. Эта проблема решается с помощью маркированных вакцин – химерных и рекомбинантных субъединичных.

 

Литература

  1. Алексеев К. П., Раев С. А., Южаков А. Г. и др. Оценка иммуногенных свойств рекомбинантной субъединичной вакцины против классической чумы свиней. Труды Федерального центра охраны здоровья животных. 2018; 16; 293-305.
  2. Забережный А. Д., Алексеев К. П., Непоклонов Е. А., Алипер Т. И. Классическая чума свиней. Актуальные инфекционные болезни свиней. М.: «Зооветкнига». 2019; 193-210.
  3. Куриннов В. В., Стариков А. М., Лыска В. М. и др. Напряженность иммунитета против КЧС у животных в промышленных комплексах. Ветеринария. 2005; 1: 18-23.
  4. Лыска В. М., Новикова М. Б., Балашова Е. А. и др. Биологические свойства изолятов вируса классической чумы свиней, выделенных в Российской Федерации в 1995-2012 гг. Ветеринария. 2016; 9: 28-31.
  5. Сергеев В. А., Непоклонов Е. А., Алипер Т. И. Классическая чума свиней в промышленном свиноводстве. Ветеринария. 2001; 9: 10-15.
  6. Сергеев В. А., Непоклонов Е. А., Алипер Т. И. Вирусы и вирусные вакцины. М.: «Библионика». 2007; 524 с.
  7. Сергеев В. А., Орлянкин Б. Г., Алексеев К. П. и др. Вакцины и стратегия вакцинации против классической чумы свиней. Ветеринария. 2018; 4: 3-11.
  8. Сюрин В. Н., Самуйленко А. Я., Соловьев Б. В., Фомина Н. В. Чума свиней. Вирусные болезни животных. М.: «ВНИТИБП». 1998; 111-135.
  9. Arruda B. L., Arruda P. H., Magstadt D. R. et al. Identification of a divergent lineage porcine pestivirus in nursing piglets with congenital tremors and reproduction of disease following experimental inoculation. PLoS ONE. 2016; 11: e0150104.
  10. Blome S., Mos C., Reimann I. et al. Classical swine fever vaccines – State-of-the-art. Vet. Microbiol. 2017; 206: 10-20.
  11. Foegel-Niesmann G., Blome S., Gerss-Dulmer H. et al. Virulence of claccical swine fever virus isolates from Europe and other areas during 1996 until 2007. Vet. Microbiol. 2009; 139: 165-169.
  12. Gatto I. R.H., Sonalio K., Olivera L. G. A typical porcine pestivirus (APPV) as a new species of pestivirus in pig production. Front. Vet. Sci. 2019; 6: 1-8.
  13. Haines F. J., Hofmann M. A., King D. P. et al. Development and validation of a multiplex, real-time RT-PCR assay for the simultaneous detection of classical and african swine fever viruses. PLoS ONE. 2013; 8: e71019.
  14. Hause B. M., Collin E. A., Peddireddi L. et al. Discovery of a novel putative atypical porcine pestivirus in pigs in the USA. J. Gen. Virol. 2015; 96: 2994-2998.
  15. Kirkland P. D., Frost M. J., Finlaison D. et al. Identification of a novel virus in pigs – Bungowannah virus: a possible new species of pestivirus. Virus Res. 2007; 129: 26-34.
  16. Kirkland P. D., LePotier M. F., Finlaison D. Pestiviruses. Diseases of Swine. Eds. J.J. Zimmerman et al., 11th 2019; 622-640.
  17. Kirkland P. D., Read A. J., Frost M. J. et al. Bungowannah virus – a probable new species of pestivirus – what have we found in the last 10 years? Anim. Health Res. Rev. 2015; 16: 60-63.
  18. Le Dimna M., Vrancken R., Koenen F. et al. Validation of two commercial real-time RT-PCR kits for rapid and specific diagnosis of classical swine fever virus. J. Virol. Methods. 2008; 147: 136-142.
  19. Postel A., Meyer D., Cagatay G. N. High abundance and genetic variability of atypical porcine pestivirus in pigs from Europe and Asia. Emerg. Infect. Dis. 2017; 23: 2104-2107.
  20. Smith D. B., Meyers G., Bukh J. et al. Proposed revision to the Taxonomy of the genus Pestivirus, family Flaviviridae. J. Gen. Virol. 2017; 98: 2016-2112.
  21. Tautz N., Tees B. A., Meyers G. The molecular biology of pestiviruses. Adv. Virus Res. 2015; 93: 47-160.
  22. Zhang H., Wen W., Hao G. et al. A subunit vaccine based on E2 protein atypical porcine pestivirus induces Th2-type immune response in mice. Viruses. 2018; 10: 673.